Dopamin-Subsysteme, die interne Zustände verfolgen

Nature Band 608, Seiten 374–380 (2022)Diesen Artikel zitieren

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Nahrung und Wasser sind zum Teil deshalb lohnend, weil sie unsere inneren Bedürfnisse befriedigen1,2. Dopaminerge Neuronen im ventralen tegmentalen Bereich (VTA) werden durch geschmackliche Belohnungen aktiviert3,4,5, aber wie Tiere lernen, diese oralen Signale mit den verzögerten physiologischen Auswirkungen der Nahrungsaufnahme in Verbindung zu bringen, ist unbekannt. Hier zeigen wir, dass einzelne dopaminerge Neuronen im VTA auf die Erkennung von Nährstoffen oder Wasser in bestimmten Phasen der Aufnahme reagieren. Eine große Untergruppe dopaminerger Neuronen verfolgt Veränderungen in der systemischen Flüssigkeitszufuhr, die Dutzende Minuten nach dem Wassertrinken durstiger Mäuse auftreten, während verschiedene dopaminerge Neuronen auf Nährstoffe im Magen-Darm-Trakt reagieren. Wir zeigen, dass Informationen über den Flüssigkeitshaushalt über einen hypothalamischen Weg an die VTA übermittelt und dann an nachgeschaltete Kreisläufe weitergeleitet werden, die die oralen, gastrointestinalen und postabsorptiven Phasen der Einnahme verfolgen. Um die Funktion dieser Signale zu untersuchen, verwendeten wir ein Paradigma, bei dem die oralen und postabsorptiven Wirkungen einer Flüssigkeit unabhängig voneinander manipuliert und zeitlich getrennt werden können. Wir zeigen, dass Mäuse schnell lernen, eine Flüssigkeit einer anderen vorzuziehen, allein aufgrund ihrer Rehydrierungsfähigkeit, und dass dieses Lernen nach der Einnahme verhindert wird, wenn dopaminerge Neuronen im VTA nach der Einnahme selektiv stummgeschaltet werden. Diese Ergebnisse zeigen, dass das Dopaminsystem des Mittelhirns Subsysteme enthält, die verschiedene Modalitäten und Stadien der Einnahme auf Zeitskalen von Sekunden bis zu mehreren zehn Minuten verfolgen, und dass diese Informationen verwendet werden, um das Lernen über die Folgen der Einnahme voranzutreiben.

Tiere müssen entscheiden, was sie essen und trinken. Dies stellt eine Herausforderung dar, da der Nährwert einer Nahrungsquelle möglicherweise nicht anhand ihres äußeren Erscheinungsbilds erkennbar ist und die Folgen ihrer Einnahme nicht sofort erkennbar sind. Vielmehr müssen Tiere durch die Nahrungsaufnahme lernen, welchen Wert bestimmte Nahrungsmittel und Flüssigkeiten haben – ob es sich lohnt, sie zu erhalten, und ob sie verzehrt werden sollten, wenn sie angetroffen werden6,7,8. Beispielsweise beziehen viele Tiere den größten Teil ihres Wassers aus der Nahrung9,10,11,12,13,14,15 und lernen daher wahrscheinlich durch Feedback nach der Nahrungsaufnahme, welche Nahrungsquellen rehydrieren.

Viele Aspekte des Lernens über Belohnungen betreffen dopaminerge (DA) Neuronen im ventralen tegmentalen Bereich VTA16,17,18,19,20,21 (VTA-DA-Neuronen). Als Reaktion auf den Geschmack von Nahrungsmitteln3,4 oder Wasser4,5 setzen VTA-DA-Neuronen einen Dopaminstoß frei, der den damit verbundenen Hinweisen einen Wert verleiht. Allerdings sind der Geschmack von Nahrung und Wasser selbst Hinweise, die die spätere Befriedigung eines inneren Bedürfnisses (z. B. Rehydrierung) vorhersagen, und ihr Wert kann sich ändern, wenn Tiere etwas über die Auswirkungen bestimmter Nahrungsmittel und Flüssigkeiten nach der Nahrungsaufnahme erfahren1,8,22. Dies wirft die Frage auf, wie innere Nährstoffe und Flüssigkeiten, die die letzten Verhaltensverstärker sind, selbst im Dopaminsystem repräsentiert und zur Förderung des Lernens genutzt werden.

Um zu untersuchen, wie DA-Neuronen auf interne Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt reagieren, haben wir ihre Aktivität vor und nach dem Wasserkonsum aufgezeichnet. Mäuse wurden für die mikroendoskopische Bildgebung der Calciumdynamik in VTA-DA-Neuronen (definiert durch die Expression von DAT-cre; Abb. 1a) ausgerüstet, ihnen wurde über Nacht das Wasser entzogen und ihnen wurde dann 5 Minuten lang uneingeschränkter Zugang zu Wasser gegeben. Die Mäuse tranken unersättlich (Extended Data Abb. 1j) und – wie erwartet – wurden viele DA-Neuronen vorübergehend aktiviert, und zwar auf eine Art und Weise, die zeitabhängig zum Lecken war4,5 (22 %; Extended Data Abb. 1b und Extended Data Tabellen 1 und 2). Wir stellten jedoch auch eine unerwartete zweite Welle der Aktivierung von DA-Neuronen fest, die nach einer Verzögerung von 10,1 ± 0,6 Minuten nach Beginn des Trinkens auftrat (Abb. 1b – e und erweiterte Daten, Abb. 1c – i). Diese verzögerte Aktivierung rekrutierte viele DA-Neuronen (39 %), führte zu einem Anstieg sowohl der Grundfluoreszenz als auch der Phasenausbrüche und hatte nichts mit dem Lecken zu tun (die Wasserflasche war weg). Stattdessen spiegelte es den berichteten Zeitverlauf der Wasseraufnahme im Blut wider23,24,25,26, was darauf hindeutet, dass die systemische Rehydrierung selbst eine verzögerte Aktivierung vieler DA-Neuronen auslöst.

a, Repräsentatives Bild der GRIN-Linsenplatzierung und VTA-DA-Neuronen, die GCaMP6 exprimieren. b, Abstimmungskarten der DA-Neuronenreaktionen aus demselben Sichtfeld während und nach dem Trinken von Wasser. c, Beispielspuren der Kalziumdynamik in fünf repräsentativen Neuronen während und nach dem Wasserverbrauch. d, Individuelle Neuronenreaktionen auf Wasserverbrauch, intragastrische (IG) Infusion von Wasser (1,2 ml) und intraperitoneale (IP) Injektion von Wasser (1,2 ml) oder hypertoner Kochsalzlösung (3 M NaCl, 0,12 ml). e, Populationsgewichteter Z-Score (berechnet als Anteil der aktivierten oder gehemmten Neuronen multipliziert mit ihrer Z-Score-Aktivitätsänderung) für jeden der angezeigten Reize. Der Prozentsatz der aktivierten (rot) und gehemmten (blauen) Neuronen wird über und unter jedem Balkendiagramm aufgeführt. „Nach der Einnahme“ liegt zwischen 0 und 20 Minuten nach dem Ende der selbstgesteuerten Aufnahme von Wasser oder 0,3 M NaCl; „nach IG-Infusion“ liegt zwischen 0 und 20 Minuten nach dem Ende der intragastrischen Infusion (1,2 ml) Wasser oder 0,3 M NaCl; „nach IP-Injektion“ liegt zwischen 0 und 30 Minuten nach der intraperitonealen Injektion von Wasser (1,2 ml), NaCl (3 M, 0,12 ml), Isoproterenol (100 mg kg−1) oder Polyethylenglykol (PEG) (40 %, 0,4 ml). ). f, Oben, zeitlicher Verlauf der Aktivierung und anschließende Rückkehr zur Grundlinie einzelner VTA-DA-Neuronen nach intragastrischer Wasserinfusion (1,2 ml). Unten, mittlere Spur. Mäuse stammen aus einer anderen Kohorte als die in d verwendeten. g: Mittlere Aktivitätsspuren von Neuronen (aus d), die durch intraperitoneale Wasserinjektion (rot) aktiviert und durch intraperitoneale NaCl-Injektion (blau) gehemmt wurden, mit gleichzeitigen Blutosmolalitätsänderungen, die unten dargestellt sind. NS, P > 0,05; **P < 0,01, ***P < 0,001. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung. Die Statistiken sind in der erweiterten Datentabelle 2 aufgeführt.

Um zu testen, ob diese verzögerte Reaktion eine Rehydrierung erfordert, haben wir Mäusen Zugang zu einer hypertonischen Lösung (300 mM NaCl) gegeben, die naive Mäuse trinken, aber letztendlich dehydrieren27. Der Konsum dieser Flüssigkeit verursachte eine vorübergehende DA-Neuronenaktivierung während des Trinkens (Extended Data Abb. 1b, k), führte jedoch trotz ähnlicher Gesamtkonsummengen nicht zu einem verzögerten Anstieg der Dopaminaktivität (Abb. 1e) (Extended Data Abb. 1j). . Bemerkenswert ist, dass auch eine kleine Population von Neuronen gehemmt wurde, das Ausmaß dieser Hemmung war jedoch nach dem Verzehr von Wasser oder hypertoner Kochsalzlösung gleich (Abb. 1e).

Um zu testen, ob die Rehydrierung für die DA-Neuronenaktivierung ausreicht, haben wir Mäuse mit intragastrischen Kathetern für die direkte Flüssigkeitsinfusion in den Magen ausgestattet28. Die Wasserinfusion29 (1,2 ml über 12 Minuten) führte zu einer verzögerten Aktivierung vieler aufgezeichneter Neuronen (Abb. 1d, e, Extended Data Abb. 1m, n und Extended Data Abb. 2). Dies geschah 14 ± 1 Minute nach Beginn der Infusion (schwach leicht mit der Infusionsgeschwindigkeit; erweiterte Daten, Abb. 1o) und hielt 30 ± 0,7 Minuten an, bevor es allmählich zum Ausgangswert zurückkehrte (Abb. 1f). Der Prozentsatz der aktivierten Neuronen und das Ausmaß ihrer Aktivierung waren nach selbstgesteuertem Trinken und intragastrischer Infusion ähnlich (Abb. 1e). Bemerkenswerterweise ging diese Aktivierung nicht mit groben Bewegungsänderungen einher (Extended Data Abb. 1p), eine geringere Reaktion wurde beobachtet, wenn den Mäusen zuvor kein Wasser entzogen wurde (Extended Data Abb. 1q) und eine Nettohemmung wurde beobachtet, wenn hyperton ( Stattdessen wurde 300 mM NaCl-Kochsalzlösung infundiert (Abb. 1e), was darauf hinweist, dass eine Rehydrierung für die DA-Neuronenreaktion notwendig und ausreichend ist.

Rehydrierung kann zu Veränderungen der Osmolalität, des Volumens und des Drucks des Blutes führen, die sich alle auf den Durst auswirken. Wir haben diese Signale daher unabhängig voneinander manipuliert, um zu bestimmen, welche für die Aktivierung von DA-Neuronen nach der Wasseraufnahme verantwortlich sind. Intraperitoneale Injektionen von Wasser und hypertoner Kochsalzlösung führten zur Aktivierung bzw. Hemmung vieler DA-Neuronen (Abb. 1d, e), und der zeitliche Verlauf dieser DA-Neuronenreaktionen verfolgte gleichzeitige Veränderungen der Blutosmolalität (Abb. 1g). Die Injektion von Mannitol inhibierte DA-Neuronen ähnlich wie äquiosmotische hypertonische Kochsalzlösung (was darauf hindeutet, dass die Reaktion Änderungen in der Osmolalität und nicht Änderungen in der Natriumkonzentration widerspiegelt; erweiterte Daten Abb. 1r), und die DA-Neuronenreaktion erfolgte innerhalb von Sekunden, wenn Salz intravenös verabreicht wurde (was darauf hinweist, dass dies der Fall ist). spiegelt einen systemischen Wandel wider; Extended Data Abb. 1s–t). Im Gegensatz dazu verursachten Injektionen von Polyethylenglykol oder Isoproterenol, die das Blutvolumen bzw. den Blutdruck senken27,30,31, viel geringere DA-Neuronenreaktionen (Abb. 1e). Daher verfolgen viele VTA-DA-Neuronen spezifisch und bidirektional Änderungen der systemischen Osmolalität, was eine unerwartete Rolle des Flüssigkeitshaushalts bei der Steuerung der Aktivität des Dopaminsystems offenbart.

Als nächstes verglichen wir, wie DA-Neuronen auf Wasser und Nährstoffe reagieren. Wir haben zunächst bestätigt, dass der Verzehr der flüssigen Nahrung „Assure“ durch hungrige Mäuse zu einer vorübergehenden Aktivierung vieler DA-Neuronen führte, die zeitlich an das Lecken gebunden waren3,4 (Extended Data Abb. 3a,b). Um Post-ingestive-Signale sauber zu isolieren, haben wir Dopamin-Reaktionen auf die Infusion von Sure direkt in den Magen aufgezeichnet (in einer Menge (1,2 kcal), die einer mittelgroßen Mahlzeit entspricht32 und hungerfördernde AgRP-Neuronen hemmt33). Dies ergab, dass bestimmte DA-Neuronen-Untergruppen während der Nährstoffinfusion (10 % der DA-Neuronen, wenn Nährstoffe in den Magen-Darm-Trakt gelangen) und danach (13 % der DA-Neuronen, wenn die meisten Nährstoffe ins Blut absorbiert werden; erweiterte Daten, Abb. 3c–) aktiviert werden. e). Dies weist darauf hin, dass Nährstoffe im Vergleich zu Wasser im Magen-Darm-Trakt mehr DA-Neuronen aktivieren, nach der Aufnahme in den Blutkreislauf jedoch weniger (Extended Data Abb. 1u und 3c,d).

Als nächstes verglichen wir, wie einzelne DA-Neuronen auf diese unterschiedlichen Reize reagieren, indem wir ihre Reaktionen über Experimente hinweg anpassten (Abb. 2a). Beim Trinken reagierten einzelne Neuronen konsistent auf Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt, unabhängig von der Art der Flüssigkeitsverabreichung. Beispielsweise wurden die meisten Neuronen, die nach intraperitonealer Wasserinjektion oder selbstgesteuertem Trinken aktiviert wurden, auch nach intragastrischer Wasserinfusion aktiviert (Abb. 2e und erweiterte Daten, Abb. 4e). Nach intraperitonealer Wasserinjektion aktivierte Neuronen wurden durch Injektion von hypertoner Kochsalzlösung entsprechend gehemmt (Abb. 2f). In ähnlicher Weise korrelierte bei Nährstoffen die Reaktion einzelner Neuronen nach der intragastrischen Infusion von Sure mit ihrer Reaktion nach der Injektion oder Infusion von Glukose (Erweiterte Daten, Abb. 4f, h). Im Gegensatz zu diesen konsistenten Reaktionen auf systemische Veränderungen gab es keine Korrelation zwischen den einzelnen neuronalen Reaktionen über die Phasen der Nahrungsaufnahme hinweg (z. B. während und nach dem Lecken; erweiterte Daten, Abb. 4a–d) oder zwischen Wasser und Nährstoffen im selben Stadium (Abb . 2b–d). Dies zeigt, dass es Untergruppen von VTA-DA-Neuronen gibt, die darauf abgestimmt sind, Nährstoffe oder Flüssigkeiten in einem bestimmten Stadium der Aufnahme zu verfolgen.

a, Karten einzelner VTA-DA-Neuronen, die während der Bildgebung über Versuchstage hinweg verfolgt wurden. b, Beispielspuren von Neuronen, die spezifisch auf eine intragastrische Infusion (1,2 ml) von Sure oder Wasser reagieren. c, links, Anteil der Neuronen, die während der intragastrischen Infusion von Sure und Wasser aktiviert wurden. Rechts zeigen einzelne Neuronen keine Korrelation in ihrer Reaktion während der intragastrischen Wasserinfusion im Vergleich zu „Security“. d, links, Anteil der Neuronen, die 0–20 Minuten nach dem Ende der intragastrischen Wasserinfusion oder „Security“ aktiviert wurden. Rechts zeigen einzelne Neuronen keine Korrelation in ihrer Reaktion nach intragastrischer Wasserinfusion im Vergleich zu „Security“. e, Links, Beispielspuren, die Neuronen zeigen, die sowohl nach intragastrischer Infusion als auch nach intraperitonealer Injektion von Wasser (1,2 ml) aktiviert wurden. Mitte: Anteil der Neuronen, die durch intraperitoneales und intragastrisches Wasser aktiviert werden. Richtig, die Reaktion einzelner Neuronen auf die intraperitoneale Wasserinjektion korreliert positiv mit ihrer Reaktion auf die intragastrische Wasserinjektion. f, Links, Beispielspuren, die Neuronen zeigen, die nach intraperitonealer Wasserinjektion (1,2 ml) und hypertoner Kochsalzlösung (3 M NaCl, 0,12 ml) entgegengesetzte Aktivitätsmuster zeigen. Mitte: Anteil der Neuronen, die durch intraperitoneales Wasser aktiviert und durch intraperitoneale Kochsalzlösung gehemmt werden. Richtig, die Reaktionen einzelner Neuronen auf intraperitoneales Wasser und intraperitoneale Kochsalzlösung korrelieren negativ. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung. Die Statistiken sind in der erweiterten Datentabelle 2 aufgeführt.

Als nächstes untersuchten wir, wie Informationen über den Flüssigkeitshaushalt an den VTA übermittelt werden. Wir haben zunächst den lateralen Hypothalamus (LH) betrachtet, der am Aufnahmeverhalten beteiligt ist34,35 und eine dichte GABAerge (γ-Aminobuttersäure produzierende) Projektion an das VTA36 sendet (das VTA-DA-Neuronen indirekt durch Hemmung dazwischenliegender GABAerger Neuronen aktivieren kann). in VTA37 (VTA-GABA-Neuronen)). Wir haben Mäuse für die Bildgebung GABAerger Neuronen in LH (LH-GABA-Neuronen) und die intragastrische Infusion vorbereitet und dann aufgezeichnet, wie diese Neuronen auf Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt reagieren. Ähnlich wie VTA-DA-Neuronen wurden viele LH-GABA-Neuronen nach der Wasserinfusion aktiviert (Extended Data Abb. 5a, b) und durch Injektion von hypertoner Kochsalzlösung gehemmt (Extended Data Abb. 5c). Um zu testen, ob die Untergruppe der LH-GABA-Neuronen, die speziell auf die VTA projizieren, diese Reaktionen zeigt, verwendeten wir eine retrograde Verfolgungsstrategie, um die Kalziumdynamik in LH-GABA→VTA-Neuronen abzubilden. Dabei zeigte sich, dass diese Neuronen auch nach der intragastrischen Infusion von stark aktiviert werden Wasser (Extended Data Abb. 5d). Somit verfolgen LH-GABA→VTA-Neuronen den Flüssigkeitshaushalt und sind bereit, diese Informationen an den VTA weiterzuleiten.

Um zu testen, ob dieser Schaltkreis Informationen zum Flüssigkeitshaushalt an den VTA übermittelt (Abb. 3a), haben wir zunächst gemessen, wie die Aktivierung von LH-GABA→VTA-Neuronen die Aktivität von VTA-GABA-Neuronen beeinflusst. Die optogenetische Stimulation der LH-GABA-Terminals im VTA in Kombination mit der gleichzeitigen Bildgebung der Zellkörper von VTA-GABA-Neuronen ergab, dass die Aktivierung von LH-GABA→VTA-Neuronen bei den meisten VTA-GABA-Neuronen eine starke und anhaltende Hemmung induziert (Extended Data Abb. 5e). . Dies legt nahe, dass die natürliche Aktivierung von LH-GABA-Neuronen durch Wasser ausreichen würde, um die VTA-Dynamik zu modulieren.

a, Ein Modell eines möglichen anatomischen Weges, der interozeptive Neuronen für Wasser und Nährstoffe mit dem VTA verbindet. b, links, schematische Darstellung der gleichzeitigen Mikroendoskop-Bildgebung von VTA-DA-Neuronen und der chemogenetischen Hemmung (mit hM4Di) von LH-GABA-Neuronen. Rechts: Populationsreaktionen (wie in Abb. 1 definiert) für VTA-DA-Neuronen, die durch Kochsalzlösung oder CNO aktiviert (rot) oder gehemmt (blau) wurden, und nach Wasserinfusion nach Kochsalzlösung oder CNO. c, links, schematische Darstellung der gleichzeitigen Mikroendoskop-Bildgebung von VTA-DA-Neuronen und der chemogenetischen Aktivierung (mit hM3Dq) von SFO-Durstneuronen. Mitte: Dynamik einzelner VTA-DA-Neuronen als Reaktion auf eine Wasserinfusion nach Kochsalzlösung oder CNO-Injektion bei gesättigten Mäusen. Rechts: Populationsreaktionen von VTA-DA-Neuronen, die nach der intragastrischen Infusion aktiviert (rot) oder gehemmt (blau) wurden. d: Populationsreaktionen von VTA-DA-Neuronen, die nach intraperitonealer Wasserinjektion aktiviert (rot) oder gehemmt (blau) wurden. Dehydr., dehydriert. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung. Die Statistiken sind in der erweiterten Datentabelle 2 aufgeführt.

Um zu testen, ob LH-GABA-Neuronen für VTA-DA-Neuronen erforderlich sind, um Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt zu verfolgen, haben wir den inhibitorischen Designer-Rezeptor hM4Di, der ausschließlich durch Designerdrogen aktiviert wird (DREADD), auf LH-GABA-Neuronen gerichtet und gleichzeitig VTA-DA-Neuronen abgebildet. Die alleinige Infusion von Wasser führte erneut zu einer starken Aktivierung vieler DA-Neuronen (Abb. 3b). Bemerkenswert ist, dass die Stummschaltung von LH-GABA-Neuronen vor der intragastrischen Wasserinfusion spezifisch diese nachfolgende VTA-DA-Neuronenreaktion blockierte (Abb. 3b). Dies legt nahe, dass LH-GABA-Neuronen die Quelle des Signals sind, das VTA-DA-Neuronen über den Flüssigkeitshaushalt informiert (Abb. 3a).

Informationen über den Flüssigkeitshaushalt gelangen über spezielle interozeptive Neuronen in das Gehirn, darunter glutamaterge Neuronen im subfornischen Organ (SFO), die direkt durch Dehydrierung aktiviert werden27, den Durst antreiben38,39,40,41,42,43 und sich stromaufwärts des LH im befinden Durstkreislauf40 (Abb. 3a). Um zu untersuchen, ob der SFO Informationen zum Flüssigkeitshaushalt an LH-Neuronen und ihre VTA-Ziele übermittelt, haben wir das erregende DREADD hM3Dq auf durstfördernde SFO-Neuronen gerichtet und Kalziumreaktionen in VTA-DA-Neuronen abgebildet. Die Injektion von Clozapin-N-Oxid (CNO) führte dazu, dass gesättigte Mäuse unersättlich tranken, was die Aktivierung von SFO-Neuronen bestätigte, aber CNO hatte zu Beginn nur einen geringfügigen Einfluss auf die neuronale Aktivität von VTA-DA (in Abwesenheit von Wasser; erweiterte Daten, Abb. 6a). Dies weist darauf hin, dass der SFO nicht ausreicht, um die Dopamindynamik von VTA anzutreiben. Im Gegensatz dazu verstärkte CNO die Aktivierung von VTA-DA-Neuronen durch die anschließende Verabreichung von Wasser und imitierte so den Effekt der natürlichen Dehydrierung (Abb. 3c, d und Extended Data Abb. 1q). Ähnlich wie beim SFO wirkte sich die Stimulation von hungerfördernden AgRP-Neuronen44,45,46 nicht auf die DA-Neuronenaktivität zu Studienbeginn aus, sondern modulierte postabsorptive Reaktionen auf interne Nährstoffe (imitiert den Effekt von Nahrungsentzug; erweiterte Daten, Abb. 6c–f). . Zusammengenommen deutet dies darauf hin, dass SFO- und AgRP-Neuronen das Ausmaß der DA-Neuronenreaktionen auf relevante Änderungen im internen Zustand steuern, Informationen über systemische Hydratation und Nährstoffe jedoch nicht direkt weiterleiten.

Um zu testen, ob dieser modulatorische Effekt von SFO-Neuronen auf das VTA über das LH vermittelt wird, richteten wir hM3Dq erneut auf durstfördernde SFO-Neuronen und bildeten dann die Kalziumdynamik in LH-GABA→VTA-Neuronen ab. Die chemogenetische Stimulation von SFO-Neuronen verstärkte die Aktivierung von LH-GABA-Neuronen durch intragastrische Wasserinfusion, ähnlich dem Effekt der natürlichen Dehydrierung (Extended Data Abb. 6g) und wie bei VTA-DA-Neuronen beobachtet (Abb. 3c, d). Die alleinige Aktivierung von SFO-Neuronen verursachte ebenfalls eine kleine, aber signifikante Modulation der LH-GABA-Neuronenaktivität zu Studienbeginn (Extended Data Abb. 6g). Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass SFO-Neuronen die Dopaminreaktionen auf Wasser zumindest teilweise durch Effekte auf vorgeschaltete LH-GABA-Neuronen modulieren (Abb. 3a).

Um zu untersuchen, wie Informationen über Flüssigkeiten und Nährstoffe vom VTA an nachgeschaltete Kreisläufe übertragen werden, haben wir Mäuse für die intragastrische Infusion und die faserphotometrische Aufzeichnung von extrazellulärem Dopamin mit GRAB-DA5 (Abb. 4a und Extended Data Abb. 7) in sechs dicht innervierten Projektionen vorbereitet Ziele von VTA-DA-Neuronen36 – der infralimbische präfrontale Kortex (IL), die basolaterale Amygdala (BLA), das dorsale Striatum (DS) und drei Unterteilungen des Nucleus accumbens (NAc) (lateral (lat), mediale Hülle (mSh) und Kern). Wir haben Mäuse auch auf Aufzeichnungen im VTA selbst vorbereitet, um die lokale Dopaminfreisetzung zu messen47,48,49. Anschließend haben wir die Dopaminfreisetzung an diesen sieben Stellen gemessen (Erweiterte Daten, Abb. 8a) als Reaktion auf eine Reihe von Reizen, die mit der Einnahme verbunden sind, darunter selbstgesteuertes Essen und Trinken sowie intragastrische Infusionen von Nährstoffen und Flüssigkeiten.

a, Schematische Darstellung des Aufbaus und sieben Aufnahmestellen (rote Kreise) zur Messung der Dopaminfreisetzung. b, Links, Beispielaufzeichnung aus dem mSh, die die Dopaminfreisetzung während der oralen Phase der Wasseraufnahme (30 s nach Beginn des Leckens) zeigt. Rechts, mittlere Dopaminfreisetzung in jeder aufgezeichneten Region während dieser oralen Phase während des Wasserkonsums (blau) und des Wasserkonsums (orange). c, links, Beispielaufzeichnung von BLA, die die Dopaminfreisetzung während der Magen-Darm-Phase für „Ensure“ zeigt (erste 12 Minuten nach Beginn der intragastrischen Infusion). Richtig, mittlere Dopaminfreisetzung in jeder erfassten Region während dieser Magen-Darm-Phase während der Wasser- und Infusion sicherstellen. d, Links, Beispielaufzeichnung von VTA, die die Dopaminfreisetzung während der systemischen Phase für Wasser zeigt (12 bis 50 Minuten nach Beginn der intragastrischen Infusion). Richtig, mittlere Dopaminfreisetzung in jeder aufgezeichneten Region während dieser systemischen Phase nach Wasser und Infusion. e, links, schematische Darstellung der projektionsspezifischen Bildgebung. Mittlere, mittlere Reaktionen von VTA-DA→BLA-Neuronen und VTA-DA→mSh-Neuronen während der intragastrischen Wasserinfusion (gastrointestinale Phase hervorgehoben). Rechts, mittlere Reaktionen (populationsgewichteter Z-Score) aktivierter Neuronen, die auf BLA und mSh projizieren. *P < 0,05. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung. Die Statistiken sind in den erweiterten Datentabellen 2 und 3 aufgeführt.

Dies ergab, dass Dopamin an verschiedenen Stellen im Gehirn auf eine Weise freigesetzt wird, die den Durchgang von Nährstoffen und Flüssigkeiten durch die Phasen der Aufnahme verfolgt (vom Mund über den Magen-Darm-Trakt bis zum Blut; Abb. 4b–d und Tabelle 3 mit erweiterten Daten). Wir fanden heraus, dass orale Nährstoffe und Flüssigkeiten in vielen Gehirnregionen eine Dopaminausschüttung auslösten, die zeitlich an das Lecken von Nahrung und Wasser gekoppelt war, darunter auch bei NAc, wie zuvor gezeigt4,5. Der anschließende Nachweis von Wasser im Magen-Darm-Trakt war in mehreren Bereichen, jedoch nicht im NAc, vertreten, wohingegen gastrointestinale Nährstoffe allein in BLA die Dopaminfreisetzung auslösten (Abb. 4c). Bemerkenswert ist, dass die Dopaminfreisetzung in BLA während des Trinkens über mehrere zehn Sekunden anstieg, und zwar auf eine Weise, die eher mit der Magenfüllung als mit einer unmittelbaren orosensorischen Rückmeldung übereinstimmt (Erweiterte Daten, Abb. 8f). Wir haben mit projektionsspezifischer Bildgebung bestätigt, dass die unterschiedliche Dopaminfreisetzung in NAc und BLA als Reaktion auf gastrointestinale Signale mit der Kalziumdynamik des Zellkörpers der VTA-DA-Neuronen übereinstimmt, die auf diese beiden Bereiche projizieren (Abb. 4e und erweiterte Daten Abb. 8e). .

Zusätzlich zu diesen oralen und gastrointestinalen Reaktionen beobachteten wir ein drittes Stadium nach der Absorption, das durch eine verlängerte Dopaminfreisetzung im VTA selbst gekennzeichnet war (Abb. 4d). Diese (vermutlich somatodendritische47,48,49) Dopaminfreisetzung stieg nach entweder selbstgesteuertem Trinken oder intragastrischer Wasserinfusion allmählich an, blieb mehrere zehn Minuten lang erhöht und wurde durch vorherigen Wasserentzug verstärkt (Extended Data Abb. 8c). Nach intraperitonealer Wasserinjektion wurde auch eine Dopaminfreisetzung in VTA beobachtet (aber mit einem schnelleren Beginn) (Extended Data Abb. 8d), und der zeitliche Verlauf der Dopaminfreisetzung durch VTA-DA-Neuronen als Reaktion auf Wasser, das über diese verschiedenen Wege verabreicht wurde, spiegelte sich wider die Kalziumdynamik einer großen Subpopulation von VTA-DA-Neuronen (Abb. 1), die wiederum die systemische Rehydrierung verfolgte. Zusätzlich zum VTA beobachteten wir auch eine Dopaminfreisetzung im DS während und nach der intragastrischen Wasserinfusion (Abb. 4c, d und erweiterte Daten Abb. 8b, c, f). Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass das Dopaminsystem so organisiert ist, dass verschiedene Phasen der Einnahme vorzugsweise die Dopaminfreisetzung in bestimmten Untergruppen nachgeschalteter Ziele auslösen.

Viele Tiere beziehen ihr Wasser aus verschiedenen Quellen, einschließlich Nahrungsmitteln9,10,11,12,13,14,15, und müssen daher durch Nahrungserfahrung lernen, welche Nahrungsmittel und Flüssigkeiten rehydrieren. Wir haben die Möglichkeit in Betracht gezogen, dass die Aktivierung von Dopamin-Neuronen durch systemische Rehydrierung an diesem Lernprozess beteiligt sein könnte. Bemerkenswert ist, dass, obwohl Wasserbelohnungen häufig zum Trainieren von Tieren eingesetzt werden50, Versuche, das normale Trinken zu umgehen und operantes Verhalten allein mit intragastrischen Flüssigkeiten zu fördern, erfolglos blieben51,52. Wir kamen jedoch zu dem Schluss, dass Änderungen im Flüssigkeitshaushalt das Erlernen oraler Reize wie Aromen möglicherweise effizienter fördern, da diese beiden Modalitäten während der normalen Einnahme eng miteinander verbunden sind.

Um diese Idee zu testen, entwickelten wir ein geschlossenes Kreislaufsystem zur Kopplung des Leckens mit der intragastrischen Infusion, so dass der Geschmack und die Rehydrierungsfähigkeit einer eingenommenen Lösung unabhängig voneinander variiert werden konnten (Abb. 5a; inspiriert von früheren Studien zur Geschmackskonditionierung von Nährstoffen8,22, 53,54,55,56). Wir haben dieses System so programmiert, dass jedes Lecken einer aromatisierten Lösung eine intragastrische Infusion einer gleichen Menge Kochsalzlösung auslöste und jedes Lecken einer anders aromatisierten Lösung eine intragastrische Infusion einer gleichen Menge Wasser auslöste. Dadurch wirkt die Einnahme nur einer Lösung rehydrierend, was aber geschmacklich zunächst nicht vorhersehbar ist.

a, Schematische Darstellung eines Closed-Loop-Systems für das Training von Flüssigkeitspräferenzen. Mäuse werden durch den Verzehr einer aromatisierten Lösung (Geschmack A) hydriert und durch eine andere (Geschmack B) durch intragastrische Infusion von Wasser oder Kochsalzlösung, die durch Lecken ausgelöst wird, leicht dehydriert. b, Präferenz für Geschmacksrichtung A vor und nach dem Training. c, Veränderungen des Gesamtverbrauchs am ersten und letzten Trainingstag. d, links, GRAB-DA-Fluoreszenz in mSh und BLA während des Verzehrs der Dehydratisierungslösung am ersten und letzten Trainingstag. Rechts: Übersichtsdiagramme der durch Licks ausgelösten GRAB-DA-Antworten am ersten und letzten Trainingstag für jede Lösung. e: Die selektive Hemmung von VTA-DA-Neuronen während des Trainings, nachdem der Wasserzugang entfernt wurde (Minuten 10–60), eliminiert das Präferenzlernen bei Mäusen, die GtACR exprimieren, jedoch nicht bei mCherry-Kontrollen. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung. Die Statistiken sind in der erweiterten Datentabelle 4 aufgeführt.

Wir ermittelten zunächst die Präferenzen zu Studienbeginn, indem wir Mäusen einen Zwei-Flaschen-Test mit diesen Geschmacksrichtungen ohne intragastrische Infusion verabreichten. Anschließend wurden die Mäuse trainiert, indem an aufeinanderfolgenden Tagen drei einstündige Sitzungen lang ein isolierter Zugang zu jeder Lösung (die nun eine intragastrische Infusion auslöste) ermöglicht wurde. Nach dem Training wurden die Mäuse erneut mit einem Zwei-Flaschen-Test ohne Infusion getestet, um etwaige erlernte Präferenzänderungen zu messen. Dies ergab, dass Mäuse lernen, Lösungen in Kombination mit einer Wasserinfusion stark zu bevorzugen, was durch einen Zwei-Flaschen-Test (Abb. 5b und Tabelle 4 mit erweiterten Daten) und den damit einhergehenden Verzehr während des Trainings (Abb. 5c und Abb. 9a mit erweiterten Daten) gemessen wurde durch Veränderungen der konsumbedingten Dopaminfreisetzung sowohl in NAc als auch in BLA (Abb. 5d und erweiterte Daten Abb. 10). Dies weist darauf hin, dass langsame und verzögerte Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt zu robustem Lernen und Veränderungen in der Dopaminausschüttung führen können, wenn sie mit einem geeigneten oralen Hinweis gepaart werden.

Um zu testen, ob DA-Neuronenaktivität für diesen Lernprozess notwendig ist, verwendeten wir das inhibitorische Opsin stGtACR2, um VTA-DA-Neuronen während des Trainings zum Schweigen zu bringen, was den Erwerb der Flüssigkeitspräferenz blockierte (Extended Data, Abb. 9b). Allerdings werden VTA-DA-Neuronen sowohl durch orale als auch nach der Nahrungsaufnahme aktivierte Signale (Abb. 1). Um die Funktion der post-ingestiven DA-Neuronenaktivität gezielt zu testen, haben wir das Trainingsprotokoll so geändert, dass Mäuse pro Trainingseinheit nur 10 Minuten lang Zugang zu jeder Flüssigkeit hatten (wodurch der Wasserverbrauch zeitlich von seinen postabsorptiven Wirkungen getrennt wurde, die etwa beginnen). 10 min nach Trinkbeginn) (Extended Data Abb. 1d). Mithilfe dieses neuen Protokolls (Extended Data Abb. 9c) lernten Mäuse deutlich, den mit der Wasserinfusion verbundenen Geschmack zu bevorzugen. Dadurch konnten wir die Rolle von Signalen nach der Einnahme testen, indem wir VTA-DA-Neuronen erst nach Entfernung des Wasserzugangs optogenetisch stummschalteten. Die Stummschaltung von VTA-DA-Neuronen während dieser postabsorptiven Phase reichte aus, um den Erwerb erlernter Präferenzen zu blockieren (Abb. 5e). Dies zeigt, dass die Aktivierung von VTA-DA-Neuronen durch systemische Flüssigkeitszufuhr notwendig ist, um die Folgen der Flüssigkeitsaufnahme zu erkennen, selbst wenn diese Aktivierung nach Beendigung des Konsums erfolgt.

Hier haben wir gezeigt, dass im mesolimbischen Dopaminsystem mehrere Subsysteme eingebettet sind, die die internen Folgen von Essen und Trinken nach der Einnahme verfolgen. Wir fanden heraus, dass Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt besonders starke Auswirkungen auf die Kalziumdynamik der DA-Neuronen haben, was uns dazu veranlasste, zu untersuchen, wie Hydratationssignale an das Dopaminsystem übermittelt und zum Lernen genutzt werden. Dabei zeigte sich, dass GABAerge Neuronen im LH Informationen über die systemische Flüssigkeitszufuhr an den VTA weiterleiten, während durstfördernde Neuronen im SFO die Verstärkung dieses Signals steuern. Wir haben außerdem gezeigt, dass Dopamin an verschiedenen stromabwärts gelegenen Stellen als Reaktion auf die Erkennung von Nahrungsmitteln und Flüssigkeiten in fortschreitenden Stadien der Einnahme freigesetzt wird. Wir untersuchten die Funktion dieser Signale mithilfe eines Verhaltensparadigmas, das die oralen und systemischen Wirkungen aufgenommener Flüssigkeiten entkoppelt. Dabei zeigte sich, dass allein die Rehydrierung nach der Einnahme zu robustem Lernen führen kann und dass dafür VTA-DA-Neuronen erforderlich sind. Dies legt eine Organisationslogik offen, nach der die Aufnahme von Nahrung und Wasser und ihre daraus resultierenden Auswirkungen auf den inneren Zustand im Dopaminsystem unterschiedlich dargestellt und zum Lernen genutzt werden.

Frühere Studien zum Dopaminsystem und zu Flüssigkeiten konzentrierten sich auf das Trinken und akute Reaktionen auf Wasserreize4,19,57,58. Wir untersuchten Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt über längere Zeiträume und fanden heraus, dass systemische Dehydrierung und Rehydrierung die Hemmung bzw. Aktivierung vieler VTA-DA-Neuronen auslösen. Diese Reaktionen verfolgen Veränderungen der Blutosmolalität, bleiben mehrere zehn Minuten bestehen, sind unabhängig von der Methode der Flüssigkeitsverabreichung und korrelieren mit der lokalen Dopaminfreisetzung im VTA. Die Funktion der somatodendritischen Dopaminfreisetzung ist kaum verstanden, ist jedoch räumlich lokalisiert, wird durch einzigartige Feuermuster und synaptische Maschinen gesteuert47,49 und hat das Potenzial, die Aktivität spezifischer DA-Neuronenuntergruppen und -Eingänge zu steuern47,59,60. Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass Veränderungen im Flüssigkeitshaushalt nicht nur die Reaktionen von DA-Neuronen auf Wasserreize61, sondern auch direkt das System als Ganzes modulieren.

Im Gegensatz zu Flüssigkeiten haben mehrere Studien berichtet, dass aufgenommene Nährstoffe die Dopaminfreisetzung im Striatum auslösen62,63,64,65,66, und wir stellten einen leichten Anstieg des Dopamins in NAc mSh fest (jedoch nicht im Kern- oder lateralen NAc oder DS), nachdem Nährstoffe vorhanden waren in den Magen abgegeben (Abb. 4d). Wir stellten jedoch unerwartet fest, dass intragastrische Nährstoffe sowohl in der gastrointestinalen als auch in der systemischen Phase die höchste Dopaminfreisetzung in BLA auslösten (Abb. 4c, d). Die BLA ist für die Verarbeitung von Nährstoffinformationen bekannt67 und frühere Arbeiten haben gezeigt, dass BLA-Läsionen68 oder Pharmakologie55 das Lernen von Geschmacksrichtungen blockieren können. Diese Ergebnisse geben Vorrang vor der weiteren Untersuchung des VTA→BLA-Signalwegs, um zu verstehen, wie interne Nährstoffsignale das Lernen über Lebensmittel beeinflussen.

Das Erlernen von Nahrungsmitteln und Flüssigkeiten erfordert die Überbrückung mehrerer Zeitskalen von Signalen. Das Dopaminsystem ist bekannt für seine Rolle beim Erlernen von Beziehungen zwischen äußeren Reizen und geschmacklichen Belohnungen19,20, wie zum Beispiel dem Anblick von Wasser und seinem Geschmack. Allerdings ist der Geschmack von Wasser selbst ein Hinweis, der eine verzögerte Veränderung des Flüssigkeitshaushalts vorhersagt, und ob und wie Tiere solche Zusammenhänge lernen, ist unklar. Hier haben wir gezeigt, dass Tiere lernen können, Geschmäcker mit einer verzögerten körperlichen Rehydrierung zu assoziieren, wodurch VTA-DA-Neuronen aktiviert werden, und dass diese verzögerte Aktivität für das Lernen notwendig ist. Dies identifiziert einen Schlüsselweg, der es Tieren ermöglicht, zu lernen, welche Nahrungsmittel und Flüssigkeiten sie zu sich nehmen müssen, um hydriert zu bleiben. Weitere Untersuchungen dieser Schaltkreise könnten Prinzipien dafür aufdecken, wie das Gehirn die Lücke zwischen vorübergehenden Hinweisen im Zusammenhang mit der Einnahme und verzögerten physiologischen Wirkungen überbrückt.

Die Versuchsprotokolle wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of California, San Francisco gemäß dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren genehmigt.

Für die Experimente wurden erwachsene Mäuse (> 6 Wochen alt) beiderlei Geschlechts verwendet, die in temperatur- und feuchtigkeitskontrollierten Einrichtungen mit einem 12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus und nach Belieben Zugang zu Wasser und Standardfutter (PicoLab 5053) gehalten wurden. Wir haben DAT-ires-cre-Mäuse (B6.SJL-Slc6a3tm1.1(cre)Bkmn, Jackson-Kat.-Nr. 006660) und Vgat-ires-cre-Mäuse (Slc32a1tm2(cre)Lowl, Jackson-Nr. 016962) von Jackson Labs erhalten. Vgat-ires-flp-Knock-in-Mäuse (B6.Cg-Slc32a1tm2.1(flop)Hze) und Npy-ires-flp-Knock-in-Mäuse (B6.Cg-Npytm1.1(flop)Hze) vom Allen Institute for Gehirnwissenschaft. DAT-ires-cre-Knock-in-Mäuse wurden mit Vgat-ires-flp-Knock-in-Mäusen oder mit Npy-ires-flp-Knock-in-Mäusen gekreuzt, um Doppelmutanten zu erzeugen.

Für alle Verhaltensweisen und Aufzeichnungen wurden Mäuse ausschließlich während des Dunkelzyklus in schallisolierten Verhaltenskammern (Coulbourn Habitest Modular System) untergebracht. Die Kammern wurden zwischen den Experimenten gereinigt, um alle verbleibenden Geruchsreize aus früheren Experimenten zu entfernen. Alle Mäuse wurden mindestens eine Stunde lang an die Verhaltenskammer gewöhnt (mit gleichzeitig angeschlossenem Aufzeichnungsgerät und intragastrischem Katheter), bevor sie an den folgenden Tagen für Experimente verwendet wurden. Zu Beginn jeder Testsitzung wurden die Mäuse zusätzlich für 10–20 Minuten wieder an die Verhaltenskammer gewöhnt (während dieser Zeit war die für die Bildgebung verwendete LED eingeschaltet, um anfängliche Bleichartefakte zu Beginn der Aufzeichnung zu reduzieren).

Für Leckreaktionsexperimente wurde den Mäusen vor dem Experiment 24 Stunden lang entweder Wasser entzogen (für Experimente mit Wasser oder 300 mM NaCl-Verbrauch) oder Futter entzogen (für Experimente mit Sicherer Verzehr). Anschließend erhielten die Mäuse insgesamt 5 Minuten lang Zugang zu einem Leckmesser, der die entsprechende Lösung (Wasser, Sure oder 300 mM NaCl-Lösungen) enthielt. Dies wurde als Beginn mit dem ersten Leckvorgang definiert (zur Kontrolle, was bei einigen Mäusen der Fall war). eine längere Latenzzeit zum Trinken). Der Zugang wurde beendet, indem die Flasche aus der Kammer entfernt wurde, wobei darauf geachtet wurde, dass keine olfaktorischen Hinweise zurückblieben (z. B. durch Entfernen etwaiger Tropfen). Experimente zur Messung der Reaktionen auf den Verzehr von 300 mM NaCl wurden nur an naiven Mäusen durchgeführt, da Tiere nach einer einzigen Erfahrung lernen können, hypertonische Lösungen zu meiden69. Alle Mäuse wurden zunächst an das Lickometer und den Aufzeichnungsaufbau gewöhnt, indem ihnen eine Stunde lang Zugang zu einer Flasche Wasser mit angeschlossener Mikroendoskopkamera gewährt wurde.

Intraperitoneale Injektionen wurden auf der rechten Seite der Maus durchgeführt. Um die Reaktionen allein auf intraperitoneale Injektionen aufzuzeichnen, wurden die Aufzeichnungen 30 Minuten nach der Injektion fortgesetzt. Zur Aufzeichnung der Reaktionsmodulation durch DREADD-Aktivierung folgte auf die CNO-Injektion eine anschließende intragastrische Infusion oder intraperitoneale Injektion nach 5 Minuten (siehe unten). Wir haben die folgenden Dosen verwendet, wie in den Legenden der Abbildungen angegeben: 1,2 ml Wasser, 0,6 ml 50 % Glucose, 0,12 ml 3 M NaCl und 1,2 ml 154 mM NaCl (isotonische Kochsalzlösung). Mäusen wurde einen Tag vor der Verwendung für diese Experimente eine scheinbare intraperitoneale Injektion verabreicht, um die Mäuse daran zu gewöhnen.

Intravenöse Injektionen wurden durch Injektion von hypertoner Kochsalzlösung (100 μl, 1 M NaCl) in die seitliche Schwanzvene durchgeführt, während die Maus in einem speziell angefertigten Rückhaltesystem gehalten wurde, das eine gleichzeitige Bildgebung ermöglicht. Die Mäuse wurden vor Beginn des Experiments 30 Minuten lang an den Aufbau gewöhnt. Zur Aufzeichnung der Reaktionen auf intravenöse Injektionen wurden die Aufzeichnungen 30 Minuten nach der Injektion fortgesetzt. Die Tiere wurden während dieser Experimente nicht betäubt.

Intragastrische Infusionen wurden mit einer Geschwindigkeit von 100 oder 200 μl/min unter Verwendung einer Spritzenpumpe (Harvard Apparatus 70–2001) für 6 oder 12 Minuten verabreicht (was zu einem gesamten infundierten Volumen von entweder 0,6 oder 1,2 ml führte). Unter Verwendung von entionisiertem Wasser wurden Lösungen aus NaCl (154 oder 300 mM), Glucose (25 %) und Consider hergestellt. Zuvor haben wir die Latenzzeit für den Durchgang von Flüssigkeiten durch den Magenkatheter selbst bei einer Infusionsrate20 von 200 μl/min mit etwa 13 s gemessen. Für Infusionsexperimente wurde der intragastrische Katheter mit Kunststoffschläuchen und Adaptern (AAD04119, Tygon; LS20, Instech) an der Spritzenpumpe befestigt, bevor die Mäuse in die Verhaltenskammer gegeben wurden.

Die vagale Differenzierung wurde durchgeführt, indem Mäusen, die für die mikroendoskopische Bildgebung von VTA-DA-Neuronen vorbereitet waren (siehe Abschnitt unten), 50 mg kg−1 Capsaicin injiziert wurden. Gemäß zuvor veröffentlichten Protokollen wurden die Mäuse unmittelbar vor der Injektion eine Stunde lang mit Isofluran betäubt, um unnötige Schmerzen zu vermeiden70. Die Wirksamkeit der Deafferentierung wurde durch Testen der Anzahl der Augenwischtücher in den 15 Sekunden nach der Verabreichung von 0,1 % Capsaicin am Auge bestimmt (im Vergleich zu Mäusen, die sich der gleichen Deafferenzierungsoperation unterzogen, aber eine Kochsalzlösungsinjektion erhielten; erweiterte Daten, Abb. 5f).

Intragastrische Katheter wurden gemäß unseren veröffentlichten Protokollen20,24 installiert. Kurz gesagt, sterile Veterinärzugangskatheter (C30PU-RGA1439, Instech Labs) wurden an sterilen Gefäßzugangsknöpfen (VABM1B/22, 22, Instech Labs) befestigt. Mäuse wurden mit Ketamin-Xylazin anästhesiert, der Katheter chirurgisch in den avaskulären Magen implantiert und die Öffnung am Zugangsknopf am Rücken der Maus befestigt (mit der Öffnung nach außen, also nach dorsal). Über dem Anschluss wurde eine schützende Aluminiumkappe (VABM1C, Instech Labs) angebracht, um ihn zwischen den Experimenten zu schützen. Den Mäusen wurde vor Beginn der Experimente eine Woche Zeit gegeben, sich nach einer intragastrischen Operation zu erholen.

Mäuse wurden mit den von uns beschriebenen allgemeinen Verfahren auf Mikroendoskopaufnahmen vorbereitet20. Kurz gesagt, in der ersten Operation wurde Mäusen ein Adeno-assoziiertes Virus (AAV) injiziert, das ein GCaMP exprimiert, und eine GRIN-Linse wurde in das Gehirn gesenkt. Vier Wochen später wurden die Mäuse einer zweiten Operation unterzogen, bei der eine Grundplatte (Inscopix 100-000279) über der Linse platziert und mit Klebezement (MetaBond) befestigt und nach der Operation mit einer Grundplattenabdeckung (Inscopix 100-000241) abgedeckt wurde. Bei den meisten Tieren wurde dann ein dritter chirurgischer Eingriff durchgeführt, bei dem ein Magenkatheter zur Flüssigkeitsinfusion in den Magen angelegt wurde. Die Details für jede Kohorte finden Sie unten.

DAT-cre-Mäuse (n = 14) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 virale Genomkopien (vg) ml−1; Addgene) in den linken VTA injiziert wurden ( −3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und Installation einer GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der Injektionsstelle im selben Eingriff. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet.

VGAT-cre-Mäuse (n = 5) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 vg ml−1; Addgene) in den linken LH (−1,5 mm AP, +1,0 mm ML, −5,1 mm DV) und Installation einer GRIN-Linse (8,3 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004611) 0,15 mm über der Injektionsstelle im selben Eingriff. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet

VGAT-cre-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV1-Ef1a-fDIO-GCaMP6m (300 nl; 2 × 1012 vg ml−1; Janelia Vector Core) in den linken LH (–1,5 mm AP, +1,0) injiziert wurde mm ML, −5,1 mm DV), CAV2-Flx-Flp (300 nl; 6 × 1012 vg ml−1; Plateforme de Vectorologie) in den linken VTA (−3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und Installation einer GRIN-Linse (8,3 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004611) 0,15 mm über der linken Injektionsstelle. In nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie dann mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet.

VGAT-cre-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV5-hSyn-DIO-ChrimsonR-tdTomato (300 nl; 4,4 × 1012 vg ml−1; Addgene) in den linken linken oberen Bereich (−1,5 mm AP, +1,0) injiziert wurde mm ML, −5,1 mm DV); AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 vg ml−1; Addgene) im linken VTA (−3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und Einbau einer GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der Injektionsstelle im selben Eingriff. Zur Stimulation während der Aufzeichnung wurde eine 620-nm-LED durch die nVoke 2.0-Kamera geleitet (15 mW mm-2 LED-Leistung, 20 Hz Pulsfrequenz, 1 ms Pulsbreite, 2 s EIN- und 3 s AUS-Zyklus).

DAT-cre::VGAT-Flp-Mäuse (n = 6) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAVDJ-hSyn-fDIO-hM4Di-mCherry (400 nl; 1,1 × 1013 vg ml−1; Stanford) bilateral in den LH (−1,5) injiziert wurde mm AP, ± 1,0 mm ML, −5,1 mm DV); AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 vg ml−1; Addgene) in den linken VTA (–3,1 mm AP, +0,5 mm ML, –4,5 mm DV); und Installation einer GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der Injektionsstelle in derselben Operation. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet.

DAT-cre-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV2-CamKIIa-HA-hM3Dq-ires-mCitrin (100 nl; 2 × 1012 vg ml−1; UNC Vector Core) in den SFO (−0,6 mm AP) injiziert wurde , 0 mm ML, −2,8 mm DV); AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 vg ml−1; Addgene) in den linken VTA (–3,1 mm AP, +0,5 mm ML, –4,5 mm DV); und Installation einer GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der Injektionsstelle in derselben Operation. Um die funktionelle Expression von hM3D zu bestätigen, wurde den Mäusen entweder CNO oder Kochsalzlösung (100 μl) injiziert und ihnen wurde dann 5 Minuten lang Zugang zu Wasser gegeben (Extended Data, Abb. 6a). Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet

DAT-cre::NPY-Flp-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV1-Ef1a-fDIO-hM3Dq-mCherry (200 nl; 3 × 1012 vg ml−1; Stanford) bilateral in den ARC injiziert wurde (−1,75). mm AP, ± 0,2 mm ML, −5,9 mm DV); AAV5-Syn-FLEX-GCaMP6f-WPRE-SV40 (300 nl; 7,2 × 1012 vg ml−1; Addgene) in den linken VTA (−3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und Installation eines GRIN Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der Injektionsstelle im selben Eingriff. Um die funktionelle Expression von hM3D zu bestätigen, wurde den Mäusen CNO oder Kochsalzlösung (100 μl) injiziert und der Verbrauch von Consider wurde 5 Minuten lang aufgezeichnet (Extended Data, Abb. 6c). Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet

VGAT-cre-Mäuse (n = 4) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV2-CamKIIa-HA-hM3Dq-ires-mCitrin (100 nl; 2 × 1012 vg ml−1; UNC Vector Core) in den SFO (−0,6 mm AP) injiziert wurde , 0 mm ML, −2,8 mm DV), AAV1-Ef1a-fDIO-GCaMP6m (300 nl; 2 × 1012 vg ml−1; Janelia Vector Core) in den linken LH (−1,5 mm AP, +1,0 mm ML, − 5,1 mm DV) und CAV2-Flx-Flp (300 nl; 6 × 1012 vg ml−1; Plateforme de Vectorologie) in den linken VTA (−3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV). Im selben Eingriff wurde eine GRIN-Linse (8,3 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004611) 0,15 mm oberhalb der LH-Injektionsstelle implantiert. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet

DAT-cre-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV1-Ef1a-fDIO-GCaMP6m (300 nl; 2 × 1012 vg ml−1; Janelia Vector Core) in den linken VTA (–3,1 mm AP, +0,5) injiziert wurde mm ML, −4,5 mm DV) und CAV2-Flx-Flp (100 nl; 6 × 1012 vg ml−1; Plateforme de Vectorologie) in den linken NAc mSh (+1,3 mm AP, +0,5 mm ML, −4,4 mm DV) . Im selben Eingriff wurde eine GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der VTA-Injektionsstelle implantiert. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet

DAT-cre-Mäuse (n = 3) wurden für die Bildgebung vorbereitet, indem AAV1-Ef1a-fDIO-GCaMP6m (300 nl; 2 × 1012 vg ml−1; Janelia Vector Core) in den linken VTA (–3,1 mm AP, +0,5) injiziert wurde mm ML, −4,5 mm DV) und CAV2-Flx-Flp (200 nl; 6 × 1012 vg ml−1; Plateforme de Vectorologie) in die linke BLA (−1,8 mm AP, +2,9 mm ML, −4,7 mm DV). Im selben Eingriff wurde eine GRIN-Linse (6,1 × 0,5 mm; Inscopix 1050-004610) 0,15 mm über der VTA-Injektionsstelle implantiert. Bei nachfolgenden Operationen wurde jeder Maus eine Basisplatte angelegt und sie anschließend mit einem intragastrischen Katheter ausgestattet.

Mikroendoskopievideos wurden mit der Inscopix-Software (Data Acquisition Software v. 151; https://support.inscopix.com/support) bei 8 Hz (0,6–0,8 mW mm−2 455 nm LED-Leistung, 8,0 Verstärkung, 2× räumliches Downsampling) aufgenommen /products/nvista-30-and-nvoke-20/data-acquisition-software-v151). Nach der Aufnahme wurden die Videos zunächst vorverarbeitet, räumlich (Binning-Faktor 2) und zeitlich (Binning-Faktor 2) heruntergesampelt, einem räumlichen Bandpassfilter unterzogen (um Rauschen und unscharfe Zellen zu entfernen) und bewegungskorrigiert unter Verwendung der Inscopix-Datenverarbeitungssoftware (v1.3.1, https://support.inscopix.com/support/products/data-processing-software/inscopix-data-processing-v131). Videos wurden entfernt, wenn übermäßige Bewegungen (größer als der Durchmesser eines durchschnittlichen Neurons in jede Richtung) auftraten, die nicht durch zusätzliche Bewegungskorrektur behoben werden konnten. Aus diesen Videos wurden dann Aktivitätsspuren für einzelne Neuronen mithilfe der in MATLAB implementierten Pipeline „Constrained Non-Negative Matrix Factorization“ (CNMF-E) (http://www.github.com/zhoupc/cnmfe) extrahiert. Nach der anfänglichen CNMF-E-Segmentierung wurden die extrahierten Neuronen manuell verfeinert, um unkorrigierte Bewegungsartefakte, Duplizierungen von interessierenden Regionen und eine Übersegmentierung derselben räumlichen Komponenten zu vermeiden. Neuronen wurden entfernt, wenn während des 10-minütigen Basiszeitraums große Bleichartefakte (die einer definierten exponentiellen Zerfallsfunktion entsprechen) auftraten. Für jedes Experiment wurden Aktivitätsspuren für einzelne Neuronen aus Aufzeichnungen von 3–6 Mäusen extrahiert und dann für die anschließende Analyse zusammengefasst. Wir konnten die Zellen problemlos zwischen zweiwöchigen Aufnahmesitzungen ausrichten. Dies erforderte eine kundenspezifische Software in Kombination mit einer manuellen Überprüfung aller Ausrichtungen.

Die Kopfbeschleunigung wurde mit der Inscopix-Software (Data Acquisition Software v. 151) vom in die nVoke/nVista-Kameras integrierten 3-Achsen-Beschleunigungsmesser erfasst, der xyz-Beschleunigungsdaten mit einer zeitlichen Auflösung von 50 Hz lieferte.

Der Flüssigkeitsverbrauch wurde mit einem kapazitiven Lickometer überwacht und mit nVista/nVoke (v. 3.0 nVista-System; v. 2.0 nVoke-System; https://support.inscopix.com/support/products/nvista-30/nvista-30) aufgezeichnet. Datenerfassungssysteme und -software (Data Acquisition Software v. 151; https://support.inscopix.com/support/products/nvista-30-and-nvoke-20/data-acquisition-software-v151) während Mikroendoskop-Bildgebungsexperimenten.

Wildtyp-Mäuse (C57BL/6J, Jackson-Kat.-Nr. 000664) wurden durch Injektion von AAV9-hSyn-GRAB-DA1h (200 nl; 1,8 × 1013 vg ml−1; Janelia Vector Core) an den folgenden Stellen auf photometrische Aufzeichnungen vorbereitet : linke VTA (n = 10 Mäuse; −3,1 mm AP, +0,5 mm ML, −4,5 mm DV), BLA (n = 12 Mäuse; −1,8 mm AP, +2,9 mm ML, −4,7 mm DV), IL PFC (n = 13 Mäuse; +1,7 mm AP, +0,3 mm ML, –2,85 mm DV), DS (n = 8 Mäuse; +1,5 mm AP, +1,5 mm ML, –3,5 mm DV); NAc mSh (n = 14 Mäuse; +1,3 mm AP, +0,5 mm ML, –4,4 mm DV), NAc-Kern (n = 7 Mäuse; +1,4 mm AP, +1,0 mm ML, –4,5 mm DV) oder lateral NAc (n = 8 Mäuse; +1,0 mm AP, +1,75 mm ML, –5,0 mm DV). Bei derselben Operation wurde eine optische Faser (0,4 mm Innendurchmesser mal 3,5, 5,4 oder 6,3 mm Länge; Doric Lenses, MFC_400/430-0,48) 0,1 mm über der Injektionsstelle installiert. Nachdem man den Mäusen mindestens eine Woche Zeit gegeben hatte, sich von der intrakraniellen Operation zu erholen, wurden sie einer zweiten Operation unterzogen, um wie oben beschrieben einen intragastrischen Katheter zu installieren.

Für die GRAB-DA-Signalerfassung wurden implantierte Mäuse an ein Patchkabel (Doric Lenses, MFP_400/460/900-0,48_2m_FCM-MF2,5) angeschlossen. Als Anregungslichtquellen dienten kontinuierliche 6 mW blaue LED (470 nm) und UV-LED (405 nm). Diese LEDs wurden von einem Mehrkanal-Hub (Thorlabs) angesteuert, mit 211 Hz bzw. 511 Hz moduliert und an einen gefilterten Miniwürfel (Doric Lenses, FMC6_AE(400–410)_E1(450–490)_F1(500–540)_E2 geliefert (550–580)_ F2(600–680)_S) vor der Verbindung über Glasfasern (Doric Lenses, MFC_400/430-0,48). GRAB-DA-GFP-Signale und isosbestische UV-Signale wurden über dieselben Fasern in einem Femtowatt-Silizium-Fotoempfänger (Newport, 2151) gesammelt. Digitale Signale wurden mit 1,0173 kHz abgetastet, demoduliert, Lock-in-verstärkt, durch einen Prozessor (RZ5P, Tucker-Davis Technologies) gesendet und von Synapse (TDT) gesammelt. Nach dem Experiment wurden diese Daten über Browser (TDT) exportiert und in MATLAB zeitlich auf 4 Hz heruntergesampelt. Bei allen aufgezeichneten Photometriespuren in dieser Arbeit handelt es sich um den Durchschnitt zweier Wiederholungsspuren für dieselbe Maus (durchgeführt innerhalb von zwei Wochen), mit Ausnahme des 300 mM NaCl-Verbrauchs, der bei naiven Mäusen nur einmal getestet werden kann. In einigen Fällen wurden Mäuse aus gesundheitlichen Gründen aus der Studie ausgeschlossen, bevor sie mit allen Reizen getestet werden konnten. Daher sind einige paarweise Vergleiche nicht für jede Maus in der Kohorte möglich.

Der Flüssigkeitsverbrauch wurde außerdem mit einem elektrischen Leckmesser überwacht und mit der Software Synapse (TDT) aufgezeichnet und anschließend über einen Browser (TDT) exportiert und in MATLAB analysiert.

Für die GRAB-DA-Photometrieaufzeichnung während des Flüssigkeitspräferenztrainings war der Zugang zu den aromatisierten Lösungen während eines Basiszeitraums von 10 Minuten zu Beginn der Aufzeichnung eingeschränkt (dies erfolgte zusätzlich zu der zuvor erwähnten Akklimatisierungsperiode von 10 bis 20 Minuten).

Wir haben Mäuse wie oben beschrieben auf die chemogenetische Aktivierung oder Hemmung in vivo vorbereitet. CNO (1 mg kg−1, 100 μl) oder Vehikel (0,6 % DMSO in Kochsalzlösung) wurde durch intraperitoneale Injektion verabreicht.

Den Mäusen wurde eine kontinuierliche Wassereinschränkung durch die Verabreichung von 1 ml Wasser pro Tag (zusätzlich zu dem während der Tests und dem Training gewonnenen Wasser) auferlegt. Sie wurden aus der Studie ausgeschlossen, wenn ihr Körpergewicht unter 85 % des ursprünglichen Körpergewichts fiel. Mäuse wurden anhand eines zehntägigen Protokolls getestet und trainiert, das auf ähnlichen Verfahren zur Nährstoffgeschmackskonditionierung basierte22. Kurz gesagt, die anfängliche Präferenz für die Lösungen wurde anhand eines Zwei-Flaschen-Tests über die ersten beiden Tage ermittelt. Das Training fand in den nächsten sechs Tagen statt, danach wurde die Präferenz neu bewertet. Die Mäuse wurden 10–20 Minuten lang an die Verhaltenskammer gewöhnt, bevor aromatisierte Lösungen zugänglich wurden. Für alle Experimente zum Training der Flüssigkeitspräferenz wurde ungefähr die gleiche Anzahl weiblicher und männlicher Mäuse verwendet. Den Mäusen wurden bei allen Experimenten (einschließlich Zwei-Flaschen-Tests) Katheter für die intragastrische Infusion angelegt. Den Mäusen wurde unmittelbar nach dem zehntägigen Trainingsprotokoll die Wassereinschränkung entzogen und man ließ ihnen eine Woche Zeit, sich zu erholen.

Während des Trainings erhielten Mäuse isolierten Zugang zu einer von zwei aromatisierten Lösungen, die beim Verzehr eine intragastrische Infusion auslösten. Die Mäuse wurden in vier Gruppen aufgeteilt. In den ersten drei Trainingstagen erhielt die erste Gruppe eine Stunde lang Zugang zu einer Lösung, die 0,05 % ungesüßtes Grape Kool-Aid (Kraft Foods) gemischt mit 0,025 % Saccharin enthielt. Der Verbrauch dieser Lösung, gemessen mit einem elektrischen Lickometer, löste eine intragastrische Infusion von 1 μl 600 mM NaCl aus. An den nächsten drei aufeinanderfolgenden Tagen wurde die Lösung durch eine Lösung ersetzt, die 0,05 % ungesüßtes Lemon-Lime Kool-Aid (Kraft Foods) gemischt mit 0,025 % Saccharin enthielt, was beim Verzehr eine intragastrische Wasserinfusion von 1 μl auslöste. Die zweite Gruppe durchlief das gleiche Training, allerdings war die Reihenfolge der Geschmacksrichtungen umgekehrt. Die dritte und vierte Gruppe durchliefen die gleichen Protokolle wie die Gruppen eins und zwei, aber stattdessen wurde Traube mit einer Wasserinfusion und Kalk mit einer 600 mM NaCl-Infusion in Verbindung gebracht. Kurz gesagt, die Gruppen waren wie folgt. Gruppe 1: Traube→NaCl-Infusion (Tage 1–3); Kalk→Wasser-Aufguss (Tage 4–6); Gruppe 2: Kalk→Wasser-Aufguss (Tage 1–3); Traube→NaCl-Infusion (Tage 4–6); Gruppe 3: Trauben→Wasseraufguss (Tage 1–3); Kalk→NaCl-Infusion (Tage 4–6); Gruppe 4: Kalk→NaCl-Infusion (Tage 1–3); Trauben→Wasseraufguss (Tage 4–6).

Anfängliche und erworbene Präferenzen wurden anhand von Zwei-Flaschen-Tests an zwei aufeinanderfolgenden Tagen vor und nach dem Training (insgesamt vier Tage) ermittelt. Die Platzierung der aromatisierten Lösung (Vorder- oder Rückseite des Käfigs) wurde am ersten Tag randomisiert und am zweiten Tag des Zwei-Flaschen-Tests umgekehrt.

Für Zwei-Flaschen-Tests erhielten Mäuse 1 Stunde lang Zugang zu zwei Lösungen mit 0,05 % ungesüßtem Kool-Aid, entweder Zitronen-Limette oder Traube (Kraft Foods), gemischt mit 0,025 % Saccharin. Die Präferenz für die Kalklösung wurde anhand der Formel (Kalklecks/Gesamtlecks) berechnet. Der Flüssigkeitsverbrauch wurde mit einem elektrischen Leckmesser überwacht und mit der Software Synapse (TDT) aufgezeichnet und anschließend über einen Browser (TDT) exportiert und in MATLAB analysiert.

Bei einigen Experimenten (Abb. 5e und Extended Data Abb. 9c) wurde der Zugriff während des Trainings für eine begrenzte Zeit gewährt. Diese Experimente wurden nach dem gleichen Protokoll wie oben durchgeführt, der Zugang zur aromatisierten Lösung wurde jedoch 10 Minuten nach dem ersten Lecken an jedem Trainingstag entfernt.

Für die VTA-DA-Stummschaltung während des Flüssigkeitspräferenztrainings (Extended Data Abb. 9b) wurden AAV8-hSyn-DIO-stGtACR2-fRED (400 nl, 7,9 × 1012 vg ml−1; Stanford) oder AAV5-Ef1a-DIO-mCherry (400) verwendet nl, 7,3 × 1012 vg ml−1; UNC Vector Core) wurde bilateral in den VTA injiziert (−3,1 mm AP, ± 0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und eine optische Faser mit einem Innendurchmesser von 200 μm (Thorlabs FT200UMT). , CFLC230-10) wurde 0,30 mm über und zwischen den Injektionsstellen (–3,1 mm AP, 0 mm ML, –4,2 mm DV) in der gleichen Operation bei DAT-cre-Mäusen (n = 11 Mäusen) platziert. Während des Schulungszeitraums wurde ein DPSS 473-nm-Laser (Shanghai Laser and Optics Century BL473-100FC) von der Graphic State-Software (v.4.2, http://www.coulbourn.com/category_s/363.html) über a gesteuert TTL-Signalgenerator (Coulbourn H03-14) und mit Flaschenverfügbarkeit synchronisiert. Die Laserleistung wurde an der Spitze des Patchkabels mit ca. 1–2 mW gemessen und während der Versuchsstunde kontinuierlich abgegeben.

Für verzögerte VTA-DA-Stummschaltung während des Flüssigkeitspräferenztrainings (Abb. 5e) AAV8-hSyn-DIO-stGtACR2-fRED (400 nl, 7,9 × 1012 vg ml−1; Stanford) oder AAV5-Ef1a-DIO-mCherry (400 nl, 7,3 × 1012 vg ml−1; UNC Vector Core) wurde bilateral in den VTA injiziert (−3,1 mm AP, ± 0,5 mm ML, −4,5 mm DV) und zwei optische Fasern mit einem Innendurchmesser von 200 μm (Thorlabs FT200UMT, CFLC230-10) wurden in der gleichen Operation in DAT-cre-Mäusen (n = 12 Mäusen) in einem Winkel von 100 μm von den beiden Zielstellen entfernt platziert. Während des Trainingszeitraums wurde an jedem Trainingstag 10 Minuten nach dem ersten Lecken ein DPSS 473-nm-Laser (Shanghai Laser and Optics Century BL473-100FC) eingeschaltet. Unmittelbar vor dem Einschalten des Lasers wurde der Zugang zur Lösung gesperrt, sodass sich die Stummschaltung nicht mit dem Verbrauch überschnitt. Die Laserleistung wurde an der Spitze des Patchkabels mit ca. 1–2 mW gemessen und für den Rest der Versuchsstunde kontinuierlich abgegeben.

Mäuse erhielten eine intraperitoneale Injektion (1,2 ml Wasser oder 0,12 ml 3 M NaCl). Blut (250 μl) wurde 5 Minuten vor der Injektion in EDTA-beschichteten Kapillarröhrchen (RAM Scientific 07-6011) von der rechten Wange und zu einem bestimmten Zeitpunkt nach der Injektion (0 Min., 5 Min., 10 Min.) von der linken Wange gesammelt. 15 Min., 20 Min., 25 Min. oder 30 Min.). Der Blutentnahmevorgang dauerte durchschnittlich 30 Sekunden pro Maus (Proben wurden verworfen, wenn die Blutentnahme länger als 2 Minuten dauerte). Das Blut wurde zentrifugiert (1.000 g für 30 Minuten), und der Überstand wurde entfernt und erneut zentrifugiert (10.000 g für 30 Minuten), um Plasma zu isolieren. Die Plasmaqualität wurde nach Farbe bewertet und Proben mit einer Helligkeit von unter 70 % wurden ausgeworfen (siehe Farbe Nr. ff6666 als Referenz). Die Plasmaosmolalität wurde für jede Probe sofort in zweifacher Ausfertigung mit einem Gefrierpunktosmometer (Fiske Associates 210) gemessen. Zur Analyse wurde der Unterschied zwischen den Osmolalitäten der beiden Proben herangezogen. Zwischen den Proben wurde den Mäusen eine Woche Zeit zur Erholung gegeben.

Mäuse wurden transkardial mit PBS, gefolgt von 10 % Formalin, perfundiert. Ganze Gehirne wurden präpariert und über Nacht bei 4 °C in 10 % Formalin aufbewahrt. Am nächsten Tag wurden die Gehirne zum Kryoschutz über Nacht bei 4 °C in 30 % Saccharose überführt. Schnitte (40 μm) wurden mit einem Kryostat hergestellt. Um die Fluoreszenzmarkierung sichtbar zu machen, wurden diese Schnitte mit DAPI Fluoromount-G (Southern Biotech) montiert und dann mit dem konfokalen Mikroskop ohne Färbung abgebildet. Die Bilder wurden mit ImageJ (v.1.53e) nur minimal verarbeitet.

Wir analysierten Verhaltensdaten, Faserphotometriedaten und Mikroendoskop-Bildgebungsdaten mithilfe benutzerdefinierter MATLAB-Skripte (v.R2020b, http://www.mathworks.com/products/matlab).

Für die Mikroendoskop-Bildgebungsanalyse wurden alle Antworten mit der Funktion z = (Craw − μ)/σ normalisiert, wobei Craw eine Ausgabe der CNMF-E-Pipeline ist, μ der mittlere Craw während der Basisperiode (erste 10 Minuten) und σ ist die Standardabweichung von Craw während desselben Basiszeitraums. Für die Aktionspotenzialanalyse wurde die abgeleitete Spitzenrate (S; Ausgabe der CNMF-E-Pipeline) verwendet. Für die Basislinien-Fluoreszenzanalyse wurde Craw einem 1/60-Hz-Tiefpassfilter unterzogen (der alle Änderungen entfernt, die schneller als 1 Minute auftreten).

Für die Photometrieanalyse wurden alle Antworten mit der Funktion normalisiert: ΔF/F0 = (F − F0)/F0, wobei F das rohe Photometriesignal und F0 die Fluoreszenz ist, die anhand des mit 405-nm-Anregung erhaltenen Signals (unter Verwendung einer linearen Regression) vorhergesagt wurde Modell beider Signale während der 10-minütigen Basisperiode; Erweiterte Daten Abb. 7a – c). Zur Datenpräsentation wurden die aufgezeichneten Kurven zusätzlich auf 1 Hz heruntergesampelt (dies geschah, um die Größe jedes Diagramms zu verringern).

Zur Quantifizierung der Aktivität zu unterschiedlichen Zeitpunkten der Einnahme wurden bestimmte Epochen für orale, gastrointestinale und systemische Stadien der Einnahme definiert. Diese Epochen wurden aktualisiert, nachdem die Anstiegszeiten jeder Reaktion in den ersten Aufzeichnungen analysiert wurden. Neuronen galten während dieser Epochen als aktiviert, wenn ihre mittlere Aktivitätsänderung während der Epoche +1z überschritt (und im Fall von Extended Data Abb. 3c größer war als die mittlere Aktivitätsänderung während anderer Epochen).

Orale (Leck-)Reaktionen wurden für Mikroendoskop-Aufzeichnungen als die durchschnittliche Z-Score-Änderung der Aktivität in den 30 Sekunden nach Beginn des ersten Leckvorgangs definiert. Für GRAB-DA-Aufzeichnungen wurden die (oralen) Leckreaktionen als die durchschnittliche ΔF/F0-Änderung der Fluoreszenz in den 30 Sekunden nach Beginn des ersten Leckvorgangs definiert. Im gesamten Artikel wird ein Trinkgelage als jede Reihe von Leckereien definiert, die zehn oder mehr Sekunden dauern und bei denen kein Intervall zwischen den Leckereien länger als zwei Sekunden ist. Für das Training der Flüssigkeitspräferenz wurden alle Leckzyklen einer einzelnen Maus gemittelt und als einzelne Wiederholung behandelt.

Gastrointestinale Reaktionen wurden als durchschnittliche Aktivitätsänderungen definiert, die innerhalb von 12 Minuten nach Beginn der intragastrischen Infusion auftraten (basierend auf der Länge der meisten Infusionen in diesem Artikel sowie der Anstiegszeit der systemischen Reaktion).

Systemische (absorptive) Reaktionen wurden ursprünglich definiert (Abb. 1) als durchschnittliche Aktivitätsänderungen, die auftraten, nachdem der Lösungszugang entfernt wurde oder die intragastrische Infusion und intraperitoneale Injektion beendet wurde. Basierend auf der anschließenden Analyse der Anstiegszeit (10–14 nach Beginn des Trinkens und der intragastrischen Infusion) und um sicherzustellen, dass sich systemische Reaktionen von denen während der gastrointestinalen Phase unterscheiden, wurden systemische (absorptive) Reaktionen neu definiert als durchschnittliche Aktivitätsänderungen, die 12–14 Tage nach Beginn des Trinkens und der intragastrischen Infusion auftraten. 32 Minuten nach Beginn der intragastrischen Infusion oder dem ersten Leckvorgang für mikroendoskopische Aufzeichnungen (oder 12–50 Minuten nach Beginn der intragastrischen Infusion oder ersten Leckvorgang für photometrische Aufzeichnungen). Sowohl in der Photometrie als auch in der mikroendoskopischen Aufzeichnung wurden systemische Reaktionen als 0–30 Minuten nach der intraperitonealen Injektion definiert. Die Anstiegszeit wurde als die Zeit berechnet, die ein aktiviertes oder gehemmtes Neuron benötigt, um 50 % seiner maximalen Aktivitätsänderung in einer sigmoidalen Anpassung zu erreichen. Ein Neuron galt während einer bestimmten Epoche als gehemmt, wenn die durchschnittliche Aktivitätsänderung negativer als –1z war, und als aktiviert, wenn die durchschnittliche Aktivitätsänderung positiver als +1z war.

Die Kopfbeschleunigung wurde als gleichgerichtete Summe der Beschleunigungen in allen Achsen vom Beschleunigungsmesser definiert, der auf der nVista/nVoke-Kamera positioniert war (siehe „Mikroendoskop-Aufzeichnungen“). Dieses summierte Signal wurde bei 5 Hz mit einem Nullphasen-Butterworth-Filter dritter Ordnung gefiltert (um Transienten zu entfernen). Die Beschleunigung unterhalb eines Schwellenwerts (definiert durch die Otsu-Methode) wurde verwendet, um Bewegung von Ruhe zu unterscheiden.

In diesem Artikel werden die Werte im Allgemeinen als Mittelwert ± Standardabweichung (Fehlerbalken oder schattierter Bereich) angegeben. In Abbildungen mit einfachen linearen Regressionen stellen schattierte Bereiche das 95 %-Konfidenzintervall für die Linie der besten Anpassung dar. Mit Ausnahme linearer Regressionen wurden einheitlich nichtparametrische Tests verwendet. P-Werte für gepaarte und ungepaarte Vergleiche wurden mithilfe zweiseitiger Permutationstests berechnet (10.000 Iterationen oder exakt, wenn möglich). P-Werte für Vergleiche zwischen mehreren Gruppen wurden zunächst mithilfe der ANOVA ermittelt, jedoch als Werte aus zweiseitigen Permutationstests angegeben. Gelegentlich wurden einseitige Permutationstests durchgeführt, wenn ein bestimmtes Ergebnis eindeutig von Experimenten erwartet wurde, die früher in der Arbeit durchgeführt wurden (einseitige Tests wurden für Abb. 5e und Extended Data Abb. 9b sowie in Abb. 4 und Extended Data Abb. 9b verwendet). . 8). Für die Hauptergebnisse in Abb. 1 wurden klasseninterne Korrelationen71 (= Varianz zwischen Mäusen/Gesamtvarianz) und linear-gemischte Modelleffekte berechnet (erweiterte Datentabelle 1), um sicherzustellen, dass die Effekte nicht auf Ausreißer zurückzuführen waren, die von einer Maus stammten. Power-Berechnungen wurden verwendet, um die Stichprobengröße vorab zu bestimmen, wenn eine Vorhersage der Effektgröße basierend auf früheren Experimenten möglich war (z. B. wurde eine Power-Berechnung für Abb. 5e verwendet, aber nicht für Abb. 5b). Die Experimente waren nicht randomisiert. Die Forscher waren hinsichtlich der Zuordnung während der Experimente und der Ergebnisbewertung während der beiden VTA-DA-Stummschaltungsexperimente blind.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der Nature Research Reporting Summary, die mit diesem Artikel verlinkt ist.

Die Daten dieser Studie sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

In den Methoden finden Sie Links zum für die Datenanalyse verwendeten Code.

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Zukerman, S., Ackroff, K. & Sclafani, A. Postorale Appetitanregung durch Zucker und nicht metabolisierbare Zuckeranaloga. Bin. J. Physiol. 305, R840–R853 (2013).

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Yu, Z. et al. Über T-Test und ANOVA hinaus: Anwendungen von Mixed-Effects-Modellen für eine strengere statistische Analyse in der neurowissenschaftlichen Forschung. Neuron 110, 21–35 (2022).

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Wir danken Y. Chen, C. Zimmerman, A. Mamaligas und Mitgliedern des Knight-Labors für Kommentare zum Manuskript und C. Zimmerman für die Gestaltung. Diese Arbeit wurde von R01-DK106399 (ZAK), RF1-NS116626 (ZAK, ACK und JDB) und F31-NS120468 (JCRG) unterstützt. ZAK ist Forscher am Howard Hughes Medical Institute.

Institut für Physiologie, University of California, San Francisco, San Francisco, CA, USA

James CR Grove, Anatol C. Kreitzer und Zachary A. Knight

Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, University of California, San Francisco, San Francisco, CA, USA

James CR Grove & Zachary A. Knight

Graduiertenprogramm für Neurowissenschaften, University of California, San Francisco, San Francisco, CA, USA

James CR Grove, Joshua D. Berke, Anatol C. Kreitzer und Zachary A. Knight

Howard Hughes Medical Institute, San Francisco, Kalifornien, USA

Lindsay A. Gray, Naymalis La Santa Medina, Nilla Sivakumar, Jamie S. Ahn, Timothy V. Corpuz und Zachary A. Knight

Abteilung für Neurologie, University of California, San Francisco, San Francisco, CA, USA

Joshua D. Berke und Anatol C. Kreitzer

Weill Institute for Neurosciences, University of California, San Francisco, San Francisco, CA, USA

Joshua D. Berke, Anatol C. Kreitzer und Zachary A. Knight

Gladstone Institutes, San Francisco, Kalifornien, USA

Anatole C. Kreitzer

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JCRG und ZAK entwarfen Experimente und analysierten und interpretierten Daten. JCRG leitete und führte alle Experimente durch. JCRG, LAG, NLSM und JSA führten intragastrische Operationen durch. JCRG und NS führten optogenetische Experimente durch. JCRG und TVC führten Photometrieexperimente durch. JCRG und ZAK haben das Manuskript mit Input von ACK und JDB geschrieben

Korrespondenz mit Zachary A. Knight.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature dankt Paul Kenny und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

a, Aufnahme von Bildern im Abstand von einer Stunde mit Zellgrenzen, die durch CNMFe bei Mäusen erzeugt wurden, die keiner Manipulation ausgesetzt waren. b: Dynamik von VTA-DA-Neuronen während einer Leckphase von Wasser und der bevölkerungsgewichtete Z-Score der aktivierten (rot) oder gehemmten (blau) Neuronen von 0 bis 30 s nach Beginn der ersten Leckphase. c, Aktivitätsspuren einzelner Neuronen während und nach dem Wasserverbrauch (weitere Beispiele siehe Abb. 1c). d, Mittlerer Z-Score der nach dem Trinken von Wasser aktivierten Neuronen und Darstellung, wie die 50 %-Anstiegszeit (T50) für Neuronen berechnet wird, die auf die Infusion von IG-Wasser reagieren. Es wird die Zeit des Wasserzugangs angezeigt („Wasserlecks“). e, Mittlere abgeleitete Spitzenrate von DA-Neuronen, die nach der Wasseraufnahme aktiviert wurden. f,g Abgeleitete Änderungen der Spike-Rate (f) und der Basisfluoreszenz (g; siehe Methoden) in DA-Neuronen, die nach der Wasseraufnahme aktiviert wurden. h, Prozentsatz der aktivierten und gehemmten Neuronen nach Wasseraufnahme für vier Mäuse aus Abb. 1d. i, zusammenfassende Boxplots, die die z-bewertete Änderung der Aktivität nach der Wasseraufnahme für jedes Neuron in jeder von vier Mäusen zeigen (Korrelation innerhalb der Klasse oder ICC=Varzwischen Mäusen/Vartotal). j, Kumulatives Lecken zum selbstständigen Trinken von Wasser oder hypertoner Kochsalzlösung (0,3 M NaCl) für durstige Mäuse (n = 4 und 3). k, (Links) Reaktionen einzelner Neuronen während und nach dem Verzehr von hypertoner Kochsalzlösung (0,3 M NaCl). (Rechts) Mittlere Z-Score-Aktivität von Neuronen, die nach der Einnahme von Kochsalzlösung aktiviert (rot), gehemmt (blau) und nicht betroffen (grau) sind. l, Mittlere Z-Score-Aktivität während der Wasser-IG-Infusion (aus Abb. 1c) unter Verwendung verschiedener Z-Score-Schwellenwerte zur Definition der aktivierten und inhibierten Population. m, zusammenfassende Boxplots, die die Z-Score-Änderung der Aktivität nach der Wasser-IG-Infusion für jedes durch die Maus getrennte Neuron zeigen (die Daten stammen aus allen Aufzeichnungen während der Wasser-IG-Infusion bei dehydrierten Mäusen; jedes Replikat ist eine andere Maus; aus Abb. 1 und den erweiterten Daten Abb . 1, 6). n, Datenpunkte sind die mittlere z-bewertete Änderung der Aktivität (für alle Neuronen) für jede gezeigte Maus, Panel m. Das Balkendiagramm zeigt den Mittelwert dieser mittleren Z-Scores. o, Mittlere Aktivität von Neuronen, die nach IG-Infusion von Wasser mit Geschwindigkeiten von 0,1 ml/min (langsam) und 0,2 ml/min (schnell) aktiviert wurden, und eine zusammenfassende Darstellung des T50. p, Mittlere Kopfbeschleunigung während und nach der Wasser-IG-Infusion (n = 3 Mäuse). q, Mittlere Reaktionen aktivierter und gehemmter Neuronen (populationsgewichteter Z-Score) nach IG-Infusion verschiedener Wassermengen bei gesättigten und wasserarmen Mäusen. r, Mittlere Reaktionen aktivierter und gehemmter Neuronen (populationsgewichteter Z-Score) nach IP-Injektionen von 0,12 ml 3 M NaCl, 1 M NaCl und 2 M Mannitol. Beachten Sie, dass 1 M NaCl und 2 M Mannitol äquiosmotisch sind. s, Mittlere Reaktion von Neuronen, die durch die Injektion von NaCl in die Schwanzvene gehemmt wurden (Vergrößern zeigt eine kürzere Zeitskala, um die schnelle Reaktion zu veranschaulichen). t, mittlere Reaktionen und Anteil der Neuronen, die nach der Injektion in die Schwanzvene aktiviert und gehemmt wurden (Sternchen aus dem Permutationstest, der auf alle Neuronen angewendet wurde). u, Dynamik einzelner Neuronen, die während der IG-Infusion von Wasser (1,2 ml) aktiviert werden. u, Dynamik einzelner Neuronen, die während der IG-Infusion von Wasser (1,2 ml) aktiviert werden. v, Augenwischtücher lösten innerhalb von 15 Sekunden nach der Verabreichung von 0,1 % Capsaicin an das Auge aus. Dies wurde drei Tage nach der IP-Injektion von 50 mg/kg Capsaicin oder Kontrollsalzlösung durchgeführt, um die Capsaicin-Deafferenzierung funktionell zu validieren. w, Mittlere Reaktionen und Anteil der aktivierten und gehemmten Neuronen nach IG-Wasserinfusion (1,2 ml) bei dehydrierten Mäusen vor und nach vagaler Deafferentierung mit 50 mg/kg Capsaicin. ns.P > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Alle Fehlerbalken zeigen Mittelwert ± Standardabweichung der Statistiken in der erweiterten Datentabelle 2.

a: VTA-DA-Neuronenreaktionen auf IG-Wasserinfusion (aus Abb. 1d) zeigen Fälle scheinbar koordinierter Aktivität, wenn sie auf einer Zeitskala von mehreren zehn Minuten betrachtet werden. Punkte scheinbarer koordinierter Aktivität sind mit Pfeilen markiert. b: Eine Nahaufnahme der ersten 100 Neuronen zeigt, dass nicht alle Neuronen an dieser koordinierten Aktivität beteiligt sind. c: Eine weiter vergrößerte Dynamik der ersten 100 Neuronen zeigt, dass ein Großteil dieser Aktivität auf der Sekundenzeitskala unkoordiniert ist.

a, Mittlere Reaktion von VTA-DA-Neuronen während eines „Ensure Lick“-Kampfes. b, Mittlere Neuronenaktivität während des Wasserverbrauchs und der Sicherstellung, dargestellt als mittlere Kurve und zusammenfassendes Diagramm. „Lick-Reaktion“ ist definiert als die mittlere Z-Score-Änderung der Aktivität von 0 bis 30 s nach Beginn des Konsums. „Verzögerte Reaktion“ ist definiert als die mittlere Z-Score-Änderung der Aktivität von 0 bis 20 Minuten nach dem Ende des Konsums. c, Reaktionen einzelner VTA-DA-Neuronen während und nach der IG-Infusion von Sure und Wasser (1,2 ml). Neuronen werden danach getrennt, ob sie während oder nach der IG-Infusion am stärksten aktiviert werden. d, Mittlere Reaktionen aktivierter und gehemmter Neuronen während und nach der IG-Infusion (populationsgewichteter Z-Score, wie in Abb. 1 definiert). e, Anstiegszeit der aktivierten Neuronen (aus Extended Data Abb. 2c). ns.P > 0,05, ***P < 0,001, durch Permutationstest. Alle Fehlerbalken und schattierten Linien zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung

a, Tuning-Karten, die die Reaktionen einzelner DA-Neuronen während des Wasserverbrauchs und nach der Einnahme zeigen. b, Anteil der Neuronen, die während des Wasserkonsums und nach der Einnahme aktiviert werden, und Korrelation der Aktivität. c, Anteil der Neuronen, die während des Wasserverbrauchs und während der IG-Infusion von Wasser aktiviert wurden, und Korrelation der Aktivität. d, Anteil der nach der Wasseraufnahme und während der IG-Infusion von Wasser aktivierten Neuronen und Korrelation der Aktivität. e, Beispielspuren von Neuronen, die sowohl nach der Infusion von Wasser-IG als auch nach selbstgesteuertem Wasserkonsum aktiviert werden, zusammen mit dem Anteil der durch beide aktivierten Neuronen und der Korrelation der Aktivität. f, Anteil der Neuronen, die nach der IG-Infusion und nach der Glukose-IP-Injektion aktiviert wurden, und Korrelation der Aktivität. g: Anteil der nach IG-Infusion und IP-Injektion von NaCl gehemmten Neuronen und Korrelation der Aktivität. h, Reaktionen einzelner Neuronen während der IG-Infusion von Sure und Glucose, neben der Korrelation der Aktivität der verfolgten Neuronen. Statistiken in der erweiterten Datentabelle 2.

a, (Links) Repräsentatives Bild der Platzierung der GRIN-Linse zur Abbildung von LH-Neuronen. Maßstabsbalken, 0,5 mm. (Rechts) Populationsgewichtete Z-Score-Aktivität und Anteile der aktivierten (rot), gehemmten (blau) und nicht betroffenen LH-GABA-Neuronen (grau) nach IG-Infusion (1,2 ml) Wasser (388 Neuronen/3 Mäuse) und „Security“. (169 Neuronen/3 Mäuse). b: Anstiegszeit der LH-GABA- (aus a) und VTA-DA-Neuronen (aus Abb. 1e, 2b–c), die nach der IG-Infusion von Sure oder Wasser (1,2 ml) aktiviert wurden. c, Dynamik einzelner LH-GABA-Neuronen nach IP-Injektion von hypertoner Kochsalzlösung (3 M NaCl, 0,12 ml; 5 Mäuse). d, (Links) Schematische Darstellung der Mikroendoskop-Bildgebung von LH-GABA→VTA-Neuronen. (Rechts) Split-Plot und Anteil der Projektionsneuronen, die nach der Infusion von Wasser (160 Neuronen/3 Mäuse) und „Security“ (150 Neuronen/3 Mäuse) aktiviert, gehemmt und nicht betroffen sind. e, Schematische Darstellung der gleichzeitigen Mikroendoskop-Bildgebung von VTA-GABA-Neuronen und der optogenetischen Stimulation der LH-GABA-Neuronenterminals, neben der Dynamik einzelner VTA-GABA-Neuronen während der LH-GABA-Neuronenterminalstimulation (3 Mäuse). Alle schattierten Linien zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung

a, (Links) Schema für die gleichzeitige Mikroendoskop-Bildgebung von VTA-DA-Neuronen und optogenetische Aktivierung von SFO-„Durst“-Neuronen. (Mitte) Wirkung der SFO-Neuronenaktivierung auf die Wasseraufnahme (5 Minuten bei gesättigten Mäusen; n = 3 Mäuse). (Rechts) Zusammenfassende Balkendiagramme und Prozentsätze der VTA-DA-Neuronen, die durch IP-Injektion von Kochsalzlösung oder CNO aktiviert (rot) oder gehemmt (blau) werden. b, Mittlere Reaktionen und Anteil der Neuronen, die während der IG-Infusion von Wasser (1,2 ml) nach SFO-Neuronenaktivierung, Wasserentzug oder keinem von beidem aktiviert und gehemmt wurden. c, (Links) Schema für die gleichzeitige Mikroendoskop-Bildgebung von VTA-DA-Neuronen und optogenetische Aktivierung von AgRP-„Hunger“-Neuronen. (Mitte) Wirkung der AgRP-Neuronenaktivierung auf die Nahrungsaufnahme (5 Minuten bei gesättigten Mäusen; n = 3 Mäuse). (Rechts) Mittlere Reaktionen und Anteil der aktivierten und gehemmten Neuronen nach Aktivierung oder Kontrolle von AgRP-Neuronen. d, (Links) Dynamik einzelner Neuronen. (Rechts) Mittlere Reaktionen und Anteil der Neuronen, die nach der IG-Infusion von Consider (0,6 ml) nach Aktivierung von AgRP-Neuronen, Nahrungsentzug oder keinem von beidem aktiviert und gehemmt wurden. Beachten Sie, dass sowohl Nahrungsentzug als auch die Stimulation von AgRP-Neuronen kontraintuitiv die DA-Reaktionen auf IG-Nährstoffe reduzieren. e, Mittlere Reaktionen und Anteil der Neuronen, die nach intraperitonealer (IP) Injektion von 50 % Glucose (0,3 ml) nach Aktivierung von AgRP-Neuronen, Nahrungsentzug oder keinem von beidem aktiviert und gehemmt wurden. f, Mittlere Reaktionen und Anteil der Neuronen, die während der IG-Infusion von Sure (0,6 ml) nach Aktivierung von AgRP-Neuronen, Nahrungsentzug oder keinem von beidem aktiviert und gehemmt wurden. g, (Links) Schematische Darstellung der gleichzeitigen Mikroendoskop-Bildgebung von LH-GABA→VTA-Neuronen und der chemogenetischen Aktivierung (hM3Dq) von SFO-„Durst“-Neuronen. (Mitte) Zusammenfassende Balkendiagramme und Prozentsätze der LH-GABA→VTA-Neuronen, die durch Kochsalzlösung oder CNO aktiviert (rot) oder gehemmt (blau) werden. (Rechts) Zusammenfassende Balkendiagramme und Prozentsätze der aktivierten (rot) oder gehemmten (blau) LH-GABA→VTA-Neuronen nach IG-Infusion von Wasser (1,2 ml). Hallo, Reaktionen auf Nahrung und Wasser in einem orthogonalen Bedarfszustand. h, Mittlere Reaktionen und Anteil der VTA-DA-Neuronen, die nach IG-Infusion von Wasser (1,2 ml) bei Sättigung oder Nahrungsmangel aktiviert und gehemmt wurden. i, Mittlere Reaktionen und Anteil der VTA-DA-Neuronen, die nach der IG-Infusion (1,2 ml) im gesättigten oder dehydrierten Zustand aktiviert und gehemmt wurden. j, Mittlere Reaktionen und Anteil der VTA-DA-Neuronen, die nach IG-Infusion von hypertoner Kochsalzlösung (0,3 M NaCl, 1,2 ml) bei gesättigten oder natriumarmen Mäusen aktiviert und gehemmt wurden. ns.P > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Alle Fehlerbalken zeigen Mittelwert ± Standardabweichung der Statistiken in der erweiterten Datentabelle 2.

a, Mittlere GRAB-DA-Fluoreszenzreaktionen in BLA während und nach der IG-Infusion von Secure oder Scheininfusion unter Verwendung von Anregungswellenlängen von 405 nm und 470 nm. Beachten Sie den Zeitrahmen der Aufnahme. b, Mittlere GRAB-DA-Antworten bei 470-nm-Anregung bei Normalisierung auf die „isosbestische“ 405-nm-Antwort. c, Mittlere GRAB-DA-Antworten bei 470-nm-Anregung bei Normalisierung unter Verwendung einer exponentiellen Anpassung an den Fluoreszenzabfall in der Basisperiode. Statistiken in der erweiterten Datentabelle 3.

a, Ungefähre Platzierungen (Punkte) der Photometriefasern für GRAB-DA-Aufzeichnungen neben repräsentativen Bildern. Maßstabsleiste, 1 mm. b: GRAB-DA-Fluoreszenzreaktionen in VTA und DS auf systemische Hydratationsänderungen nach IG-Infusion (1,2 ml) Wasser oder hypertoner Kochsalzlösung (0,3 M NaCl). c, GRAB-DA-Reaktionen in VTA und DS nach IG-Infusion (1,2 ml) Wasser und „Security“ im Sättigungszustand und nach Nahrungs- oder Wasserentzug. d, Mittlere GRAB-DA-Antworten in VTA während und nach IP-Injektion von Wasser. e, Dynamik von BLA- und NAc-Projektionsneuronen während und nach der IG-Infusion von Wasser (siehe Abb. 4e). f, Mittlere GRAB-DA-Reaktionen während des selbstgesteuerten Trinkens (obere und untere Reihe) und der IG-Infusion (1,2 ml, mittlere Reihe) von Wasser (blau), 300 mM NaCl (grau) und „Security“ (orange). ns.P > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Alle Fehlerbalken und schattierten Linien zeigen Mittelwert ± Standardabweichung der Statistiken in den erweiterten Datentabellen 2 und 3.

a: Zusammenfassende Diagramme des Verbrauchs jeder Lösung an jedem Trainingstag mit Flüssigkeitspräferenz unter Verwendung des Protokolls, bei dem Mäuse an jedem Trainingstag 60 Minuten lang Zugang zu Wasser haben (siehe Abb. 5c). b: Die Beleuchtung von VTA-DA-Neuronen während der gesamten Trainingssitzung (60 Minuten) verhindert das Präferenzlernen bei Mäusen, die GtACR exprimieren, nicht jedoch bei den mCherry-exprimierenden Kontrollen. c, (Links) Überarbeitetes Trainingsprotokoll, bei dem der Wasserzugang nach 10 Minuten Verbrauch in jeder Trainingseinheit entfernt wird. (Rechts) Robustes Präferenzlernen findet bereits bei nur 10-minütigem Zugriff statt (d. h. Wasser wird entfernt, bevor sich die VTA-DA-Aktivität aufgrund postabsorptiver Veränderungen geändert hat; n = 6). d, Änderungen des Gesamtverbrauchs am ersten und letzten Trainingstag im Experiment mit verzögerter Stummschaltung (Abb. 5e). ns.P > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01. Alle Fehlerbalken und schattierten Linien zeigen Mittelwert ± Standardabweichung der Statistiken in der erweiterten Datentabelle 4.

a, GRAB-DA-Fluoreszenz in mSh und BLA während des Verzehrs der feuchtigkeitsspendenden Lösung am ersten und letzten Trainingstag (siehe Abb. 5e). b, Zusammenfassende Diagramme der durch Lecken ausgelösten GRAB-DA-Antworten an den ersten Trainingstagen mit jeder Lösung. ns.P > 0,05. Alle Fehlerbalken und schattierten Linien zeigen Mittelwert ± Standardabweichung der Statistiken in der erweiterten Datentabelle 3.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Grove, JCR, Gray, LA, La Santa Medina, N. et al. Dopamin-Subsysteme, die interne Zustände verfolgen. Natur 608, 374–380 (2022). https://doi.org/10.1038/s41586-022-04954-0

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Eingegangen: 30. März 2021

Angenommen: 08. Juni 2022

Veröffentlicht: 13. Juli 2022

Ausgabedatum: 11. August 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-04954-0

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